Red Española de Aerobiología (REA)

2.1 Tipo de muestreador

En los estudios sobre Aerobiología tradicionalmente se han utilizado diversos métodos de monitorizaje del aire que se basan en distintos principios.

Previamente a la elección de un método de captura de partículas biológicas en el aire es necesario fijar el objetivo u objetivos que se pretenden alcanzar, que pueden estar comprendidos entre los siguientes:

1. Obtener un registro continuo de la atmósfera o realizar muestreos cortos e intermitentes
2. Obtener datos horarios, diarios o semanales
3. Identificar y realizar un recuento sobre el número total de partículas presentes en el aire o sólo de aquellas que son viables
4. Estudiar un grupo taxonómico en concreto o el contenido de las partículas presentes en el aire
5. Obtener un valor acerca de la lluvia polínica o un valor que represente el número de partículas por volumen de aire

El objetivo principal de la REA ha sido desde el principio crear una base de datos sobre el contenido de polen y esporas en el aire a través de un registro continuo de la atmósfera mediante el uso de un captador que facilite la detección de estas partículas.

En la REA se utilizan de forma normalizada captadores de partículas volumétricos por succión, basados en el principio del impacto (Hirst, 1952). Estos captadores permiten obtener datos homologables independientemente de las características biogeográficas y bioclimáticas de la zona en la que se realice el muestreo. Estos aparatos permiten asimismo, obtener datos horarios a lo largo de todo el día. El caudal de succión es de 10 litros de aire/min, similar al volumen de inhalación de aire por el pulmón humano.

Se trata de un sistema de monitorizaje utilizado por todos los grupos de trabajo de los diferentes países componentes en la European Aeroallergen Network (EAN) en la cual se encuentra integrada la REA.

Entre las ventajas de utilizar captadores tipo Hirst se citan la robustez del aparato, que ha de permanecer ubicado en el exterior sometido a las inclemencias meteorológicas, la simplicidad de su manejo, su eficacia y los mínimos requerimientos que necesita para su funcionamiento ya que, una vez elegido el sitio de ubicación, sólo es necesario disponer de una toma de corriente permanente y de un sistema de anclaje a la superficie.

Existen dos marcas comerciales disponibles actualmente en el mercado basadas en el método Hirst, que pueden funcionar de forma autónoma durante una semana con la posibilidad de obtener datos diarios y horarios; éstos son el modelo VPPS 2000 de Lanzoni s.r.l., Italia, y Burkard 7-day recorder spore-trap, de Burkard Manufacturing Co. Ltd., UK. Las características técnicas de estos aparatos vienen detalladas en las especificaciones incluidas en dichos equipos.

2.2 Unidades de los muestreadores volumétricos de succión

Como ya se ha comentado, el muestreador volumétrico de succión basado en el principio del impacto según el modelo inicial diseńado por Hirst (1952), es el actualmente utilizado en todas las estaciones de muestreo adscritas a la Red Espańola de Aerobiología (REA). Es este es uno de los requisitos indispensables recogido en el Protocolo de funcionamiento de la REA (Domínguez et al., 1992). En sus inicios, este equipo fue específicamente diseńado para la captación de esporas fúngicas en función del tiempo. En la actualidad se han introducido modificaciones que posibilitan la captación con alta eficacia de material particular sólido aerovagante, de origen biológico y no biológico, de un rango de diámetro comprendido entre 1 y 100 micrómetros.

El muestreador consta básicamente de tres unidades: unidad de impacto, veleta y bomba de vacío.

La unidad de impacto consta de un orificio de entrada, de 14 x 2 mm, y de un soporte circular (tambor) sobre el que quedan adheridas las partículas. Este soporte circular se encuentra conectado a un reloj con un mecanismo de giro que posibilita el movimiento del soporte a razón de 2mm cada hora. De esta forma, se puede realizar el muestreo continuo de la atmósfera y obtener datos tanto horarios como diarios.

Sobre el soporte circular se dispone un fragmento de cinta de Melinex® impregnada de sustancia adhesiva, para que las partículas que son succionadas desde el exterior a cierta velocidad puedan quedar adheridas, minimizando en lo posible los efectos de rebote.

La veleta se encuentra adosada al exterior de la estructura metálica que protege la unidad de impacto y su función es la de mantener el orificio de entrada en la dirección de los vientos dominantes. De esta manera, la eficacia de captación de las partículas que son aerotransportadas con las corrientes de aire es mayor.

La bomba de vacío permite la succión de un volumen de aire determinado, regulable a partir de un sistema de ajuste. El caudal de succión ajustado para realizar el análisis de las partículas aerotransportadas en el aire es de 10 litros/min, similar al volumen de inhalación de aire por el pulmón humano.

Figura 3: A. Aparato volumétrico tipo Hirst (Hirst, 1952); B. Unidad de impacto

2.3 Condiciones para la ubicación de los muestreadores

Además de lo comentado en el apartado anterior, es preciso determinar unas mínimas condiciones de instalación, recomendables para los estudios de Aerobiología y adoptadas como normas de ubicación de los captadores operativos en la Red Espańola de Aerobiología. Estas serían las siguientes:

1. Se debe colocar sobre una superficie horizontal, plana, de fácil acceso.
2. Evitar que los edificios colindantes hagan de pantalla e impidan el flujo libre del aire. Se recomienda ubicar el muestreador encima de un edificio a una altura que depende de la ciudad y de la altura de los edificios circundantes al emplazamiento seleccionado.
3. Es aconsejable ubicar el muestreador a cierta elevación sobre esta superficie de instalación, para evitar asimismo los efectos del rozamiento de las capas de aire. Esto puede conseguirse con una torreta de ensamblaje que lo eleva sobre la superficie elegida. Algunos estudios revelan la existencia de turbulencias a nivel del suelo provocadas por el rozamiento de las capas inferiores del aire con la superficie del mismo.
4. Debe evitarse en lo posible la proximidad del captador a fuentes de emisión masiva de partículas, tanto fijas como móviles, de material biológico y no biológico. La existencia de poblaciones vegetales monoespecíficas en el entorno inmediato al de ubicación del equipo de muestreo propiciará la sobrerepresentación de algún tipo polínico sobre otros, lo que origina datos distorsionados y no representativos del radio de cobertura geográfica del muestreador. La proximidad a fuentes de material no biológico tanto fijas como móviles puede, por otro lado, favorecer una masiva presencia de residuos en las muestras, lo que incrementa de forma considerable la dificultad en la identificación.
5. Evitar instalar el aparato cerca del borde del edificio para eliminar en lo posible las turbulencias generadas por el choque del viento contra el obstáculo.

2.4 Puesta en marcha de los muestreadores

Una vez ubicado el captador se debe asegurar que el anclaje a la superficie sea firme, ya que estará expuesto en ocasiones a velocidades de viento muy elevadas.

Tras la instalación y fijación del muestreador, sólo es necesaria la conexión a una toma de corriente eléctrica permanente, ya que hay que asegurar suministro eléctrico continuo al mecanismo de succión que lleva incluido en su interior. Es conveniente proteger el cable de conexión con alguna cubierta aislante.

Figura 4: Captador instalado en la azotea de la Facultad de Ciencias de la Educación a unos 15 metros del nivel del suelo. Levantado del suelo de la azotea por una torreta metálica. Universidad de Córdoba.

La bomba de succión comenzará a funcionar en el momento en que se enchufe el cable de conexión a la fuente de alimentación eléctrica. Será apreciable por el sonido de aspiración del aparato.

En la preparación de la unidad de toma de muestras, un primer paso tiene lugar en el laboratorio donde se dispone sobre el soporte circular, denominado tambor, una cinta de Melinex impregnada con un adhesivo. El tambor permite obtener registros durante los 7 días de la semana.

El adhesivo utilizado para la retención de las partículas succionadas debe reunir las siguientes características:

1. Debe ser insoluble en agua; 2. No debe secarse ni evaporarse; 3. El grosor de la película extendida debe permanecer inalterable en el tiempo, no cambiar con la temperatura ni con la humedad; 4. Debe tener buena capacidad de retención y evitar el rebote de las partículas impactadas; 5. No debe permitir el crecimiento de hongos ni bacterias; 6. No debe ser opaco bajo la luz del microscopio; 6. Debe ser fácil de utilizar.

Dentro del protocolo de trabajo de la REA se utiliza un fluido de silicona de la marca LANZONI s.r.l. ®. Esta sustancia, compuesta de una solución de silicona pura diluida en Tetracloruro de carbono tiene, como ventaja, entre otras características, la de permanecer inalterable en sus propiedades físicas en el rango de temperaturas comprendido entre los ¬20 y los +150C, con lo cual la hace adecuada para todas las zonas bioclimáticas del país.

El adhesivo es extendido sobre la cinta de Melinex utilizando una brocha de diámetro similar al de la cinta. Esta acción debe realizarse en campana de gases debido al carácter tóxico y volátil del tetracloruro de carbono que interviene como diluyente en la mezcla de silicona.

Figura 5: Aplicación de fluido de silicona sobre la cinta de Melinex dispuesta sobre el tambor.

Una vez preparado el tambor con la cinta impregnada en adhesivo, éste se transporta hasta el lugar donde se encuentra ubicado el muestreador protegido en un recipiente o porta-tambor metálico, herméticamente cerrado, para eliminar la posibilidad de contaminación durante el transporte. De esta forma también se minimizan los riesgos de roce con la cinta de Melinex.

Una vez en el lugar donde se encuentra el aparato y antes del inicio en el manejo de la unidad de impacto hay que fijar la veleta para que se pueda proceder sin problema.

Figura 6: Fijación de la veleta en el modelo Burkard 7-day recorder spore trap.

Con el cabezal de la unidad de impacto cerrada, se debe comprobar que el volumen de succión es el adecuado, 10 litros/min, ajustando el medidor de flujo de forma adecuada a la ranura de succión. De no ser así, puede ajustarse con la tuerca existente para este fin (exterior en el modelo de Lanzoni e interior en el de Burkard). Esta comprobación debe realizarse semanalmente.

Figura 7: Comprobación de volumen de succión en el modelo 7-day recorder Burkard spore-trap.

El mecanismo de relojería conectado a la unidad de impacto debe activarse manualmente una vez por semana. Para ello se utiliza la tuerca o llave, según modelo, y se hace girar en sentido contrario a las agujas del reloj hasta llegar al tope, sin forzar. Deberá oírse el sonido típico del reloj al comenzar a funcionar. Sobre el reloj también se encuentra el dispositivo de ajuste del tambor, que quedará fijado al mismo gracias a una tuerca. Es importante colocar el tambor en la posición indicada como inicio del muestreo, ya que así se podrá conocer la secuencia en la toma de muestras durante todo el periodo muestreado, correspondiendo al primer día la longitud de cinta inmediatamente posterior a las bandas indicadoras del inicio de muestreo.

Figura 8: Colocación del tambor en posición correcta.

Figura 9 (dcha.): Dando cuerda al reloj de la unidad de impacto.

Posteriormente, el cabezal conteniendo la unidad de impacto se introduce en el resto de carcasa metálica del aparato utilizando el carril de guía existente. Se cierra herméticamente para evitar pérdidas de vacío y error en el volumen de succión. Es el momento de liberar la veleta, que habrá estado fija durante todo el proceso gracias a un tornillo de anclaje.

Figura 10: Introducción del cabezal en el interior de la carcasa de la unidad de impacto.

Una vez finalizado el periodo de muestreo (una semana de forma habitual, o con mayor frecuencia en los periodos de máxima incidencia polínica), se inicia de nuevo el montaje del tambor en el laboratorio, traslado al lugar donde se encuentra ubicado el captador y sustitución del tambor. El tambor correspondiente al muestreo realizado con anterioridad se traslada al laboratorio en el porta-tambor en las mismas condiciones comentadas anteriormente. En el laboratorio se realizará el proceso de preparación de las muestras, tratando de evitar la contaminación del mismo.

Con respecto a la hora del día en la que se debe realizar el cambio de las muestras, se recomienda como norma general la de las 12.00 UTM. De esta forma, y como se verá a continuación, dado que a la hora de realizar el montaje se utilizan fragmentos de cinta correspondientes a 24 horas, cada muestra resultante comprende la fracción correspondiente a 12 horas de un día (de 12.00 horas UTM a 23.59 horas UTM), y 12 horas del día siguiente (de 00.00 horas UTM a 11.59 horas UTM).

2-5 Preparación de muestras

En los laboratorios de las Unidades de Aerobiología de los Centros que conforman la REA, y sobre una mesa limpia preparada para este proceso, se dispone de los siguientes accesorios y elementos:

Pliego de papel secante. Con la función de proteger la superficie donde se va a realizar el montaje de las muestras, absorción del líquido que pueda derramarse y aumentar el contraste entre la preparación a montar y la superficie, más visible sobre fondo blanco.

Regla para el montaje. Viene incluida como accesorio en los modelos comerciales de los captadores actualmente disponibles. Dado que el aparato permite un desplazamiento de las muestras a razón de 2 mm la hora, se trata de una regla de metacrilato transparente, de más de 1 cm de grosor y con marcas establecidas a modo de hendiduras cada 48 mm. Esto facilita la división de la cinta de Melinex ® que se dispone sobre ella (el ancho de la regla es también superior al de la cinta) en fragmentos de 48 mm, correspondientes a 24 horas de muestreo continuado.

La cinta de Melinex se fija por ambos extremos a la regla, utilizando una porción de cinta adhesiva que nunca debe alcanzar la superficie impactada. En el caso del modelo comercial de Lanzoni s.r.l. la regla lleva incorporada una goma de succión la cual, una vez conectada al grifo de agua, permite la fijación de la cinta a la regla mediante vacío de aire. Las hendiduras en la regla facilitarán el proceso de corte de los fragmentos, a los que habrá que fijar por uno de sus extremos con una aguja enmangada y, con la ayuda de un cutter o cuchilla bien afilada, realizar un corte transversal a lo ancho de toda la cinta.

Figura 12: Cinta de Melinex sobre la regla de metacrilato en la que se diferencian los 7 días de la semana.

Portaobjetos para microscopio. Previo a realizar el corte de la cinta de Melinex® en fragmentos, se habrán dispuesto sobre el papel absorbente tantos portaobjetos como fragmentos de 48mm (correspondientes a 1 día) contenga el total de cinta impactada, hasta un máximo de 7 días.

Cada portaobjetos se identifica con una etiqueta adhesiva en la que habrá de anotarse el nombre o iniciales de la estación a la que pertenece y la fecha, siguiendo como norma, y dado que cada fracción de 48 mm suele contener datos correspondientes a 2 días naturales no completos, datar la muestra con la fecha correspondiente al primero de los días representados. De esta forma se genera una serie de muestras de días sucesivos y consecutivos.

El proceso de obtención de datos correspondiente a días naturales se detallará en el siguiente apartado. Los fragmentos generados tras la división de la cinta de Melinex se disponen sobre los portaobjetos, habiendo depositado sobre ellos previamente algunas gotas de agua que facilitarán la adherencia a la superficie. Es importante en este paso mantener tanto el orden sucesivo de fechas en el montaje como el principio y fin de la preparación.

Figura 13: Preparación correspondiente a un día completo con etiqueta de identificación.

Como norma, la muestra debe disponerse sobre el portaobjetos de tal manera que el inicio de la misma quede a la izquierda y el fin a la derecha. Para identificar ambas posiciones, la etiqueta de identificación se dispone a la izquierda. La lectura de las muestras al microscopio se realizará de izquierda a derecha, es decir, desde las horas correspondientes al día anterior hasta las horas correspondientes al día siguiente.

Montaje de las muestras diarias. La sustancia empleada en el montaje de las muestras debe reunir las siguientes características: 1. Ser soluble en agua; 2. Ser compatible con el adhesivo en uso; 3. Permitir la tinción selectiva del material que nos interesa analizar (opcional); 4. Permitir el almacenamiento de larga duración del material.

De forma tradicional, se ha venido utilizando glicerogelatina teñida con fucsina. Su composición, segn receta, incluye 50 ml de glicerina, 7 gr de gelatina, 1 gr de fenol y una pequeña cantidad de fucsina básica diluidos en 42 ml de agua destilada, mezclada con agitador eléctrico en campana de gases debido al carácter tóxico del fenol. La mezcla resultante es de color rosado. Este medio se ha elegido porque cumple las características mencionadas anteriormente y es compatible con la sustancia adhesiva de uso en la REA (fluido de silicona). Por otro lado, el uso de fucsina básica facilita una mejor identificación y recuento de los granos de polen, ya que esta tinción es específica para el material vegetal. Todos los productos químicos que intervienen en la composición de la glicerogelatina, así como los del fluido de silicona, deben estar almacenados en condiciones adecuadas en cumplimiento de la Normativa de Seguridad e Higiene en el Trabajo vigente.

La glicerogelatina es sólida a temperatura ambiente, siendo necesario licuarla para su utilización. Es preferible para ello utilizar un horno microondas por la rapidez con que se realiza el cambio de estado, apenas unos segundos.

Una vez licuada, y con la ayuda de un dispensador de gotas, se dispone una línea continua sobre el cubreobjetos, que se colocará posteriormente sobre la muestra y el portaobjetos. Es recomendable que la línea sea continua y que no queden burbujas de aire al depositarla, ya que esto haría más dificultosa la identificación y análisis. Si quedaran algunas gotas de aire dispersas sobre la superficie, con ayuda de un objeto no punzante debe presionarse ligeramente para que éstas puedan desplazarse hacia los bordes antes de que la glicerogelatina se solidifique de nuevo.

Foto 14: Disposición de glicerogelatina sobre el portaobjetos.

Medio de sellado. Se recomienda el sellado de las muestras por el borde del cubreobjeto con una sustancia que permanezca inalterable a lo largo del tiempo. Para ello se utiliza laca-esmalte transparente, que re ne, entre otras cualidades ventajosas su bajo precio y fácil adquisición, fácil manejo, baja toxicidad, rapidez de secado y gran periodo de inalterabilidad. Además, al ser de color transparente, no dificulta la identificación de la muestra. Las muestras selladas, y tras ser sometidas a un análisis microscópico (se detallará en el siguiente apartado), pueden almacenarse en contenedores específicos para muestras de microscopía óptica denominados comercialmente combi-box.

Figura 15: Sellado de muestra obtenida. A su lado, colección de muestras diarias.

Una vez montadas las muestras, es prudencial esperar un cierto tiempo antes de proceder a su lectura al microscopio. De esta manera, la glicerogelatina se solidificará actuando como adhesivo entre la cinta y el cubreobjetos. Este tiempo también favorecerá el que los distintos tipos polínicos se coloreen, siendo más evidentes sus características morfológicas externas.

Análisis de las muestras. recuento de la preparación.

El análisis de las muestras se realiza a microscopía óptica a 40×10 aumentos. No se recomienda un objetivo inferior ya que no permitiría una clara identificación de algunos tipos polínicos; por el contrario, un mayor aumento supone una reducción del campo a analizar. En un principio, cualquier equipo microscópico que ofrezca buena imagen y resolución es adecuado.

Figura 16: Lectura de las muestras al microscopio

El análisis microscópico de las muestras aerobiológicas constituye un proceso fundamental en la obtención de resultados, siendo una de las etapas que más tiempo requiere debido a la elevada incidencia de material presente en ocasiones en las muestras.

Como se ha comentado, la calidad de la imagen mediante el uso de la metodología indicada anteriomente es idónea de cara a la identificación y reconocimiento de los distintos tipos polínicos, reconocibles por sus características morfológicas externas. Es importante que el enfoque del microscopio esté ajustado y el haz de luz sea blanco y que no difumine, pues todo esto ayuda a una mayor precisión en la identificación de tipos polínicos, minimizando los errores entre aquellos que presentan características de identificación similares.

Método de recuento:

Dado que un recuento del total de granos de polen y esporas presentes en la preparación completa requiere mucho tiempo y no se contaría con la información disponible a tiempo, se recomienda realizar un sub-muestreo. Se considera que el área seleccionada para el análisis debe representar como mínimo un 10% del total de la preparación (segn la normativa de la European Aeroallergen Network, EAN)

En la Red Española de Aerobiología, el método de recuento que se utiliza es el de 4 barridos horizontales continuos a lo largo de toda la preparación con el objetivo de 40×10 aumentos. Estos barridos deben ser equidistantes entre si y del borde de la preparación en el caso del primer y ltimo barrido. Esto representa una sub-muestra analizada del 12-13% de superficie total, dependiendo de la dimensión del campo de microscopio analizado a estos aumentos que puede ser variable en los distintos modelos.

Figura 17: Método de recuento de las muestras segn metodología REA, cuatro barridos horizontales continuos equidistantes entre si y del borde de la preparación.

A lo largo de cada uno de estos barridos se va contando el n mero de granos de polen para cada tipo polínico identificado, de forma que se obtiene información sobre la concentración polínica del aire a lo largo del día.

Si se desea conocer exactamente el nmero de granos de polen que se registra en cada hora del día se utiliza una reglilla de acetato de construcción propia: se corta un trozo de acetato del tamaño de la preparación con 24 divisiones transversales separadas cada 2 mm, ya que la cinta avanza 2mm cada hora. Se recomienda utilizar para la realización de las divisiones transversales rotulador de tinta indeleble de color azul y punta superfina ya que es el que ofrece una mayor refracción al paso de luz. Se coloca la reglilla debajo del portaobjetos, situando la primera línea azul al inicio de la cinta muestreada, y se sujeta con la ayuda de una cinta adhesiva.

Figura 18: Disposición de reglilla de acetato bajo el portaobjetos correspondiente a una muestra diaria.

De esta forma se puede tomar nota sobre el número de granos de polen o esporas a lo largo de las diferentes horas del día. La primera hora a estudiar se corresponde con el periodo desde las 12.00a.m. hasta las 13.00p.m. de un día. La ltima hora a estudiar se corresponde con el periodo desde las 11.00a.m. a las 11.59a.m. del día siguiente. El nmero de granos de polen por hora se anota en una hoja de toma de datos. En dicha hoja se apunta la fecha y lugar de la muestra. Cada tabla se corresponde con un tipo de polen o espora, y consta de 4 filas horizontales, cada una de ellas con 24 casillas.

Figura 20: Matriz de anotación de datos para un tipo polínico.

Finalizado el análisis de la muestra diaria, se suma el nmero total de granos de polen que se ha contabilizado para cada tipo polínico en un día determinado.

2.7 Expresión de los resultados

La concentración polínica debe expresarse como una media diaria en granos de polen por metro c bico de aire. De esta forma, los datos obtenidos son comparables con los proporcionados por otros lugares. Para ello, se debe multiplicar el nmero de granos de polen contabilizados por un factor que tendrá en cuenta el volumen de succión de aire muestreado (10 litros/minuto), y la superficie del campo del microscopio que se esté utilizando (40×10 aumentos). Estas medidas quedan reflejadas dentro del protocolo de trabajo de la Red Española de Aerobiología. Sin embargo, como se ha comentado anteriormente, este factor variará dependiendo de la marca del microscopio a utilizar.

– Cálculo del factor de corrección:

Un primer paso sería realizar una medida del campo de visión con el microscopio a utilizar a 40×10 aumentos.

Caso práctico: Considerando un diámetro del campo de visión de 0.45 mm:

Volumen de succión: 10 l/min = 600 l/hora = 14400 l/día = 14,4 m3

Diámetro medio del campo de visión al microscopio: 0,45 mm

Área de 1 barrido horizontal= 48 mm x 0,45 mm = 21,6 mm2

Superficie analizada = 21,6 x 4 barridos = 86,4 mm2

Superficie total muestreada = 48 mm largo x 14 mm ancho = 672 mm2

Contenido de partículas por metro cbico de aire = (672 mm2/86.4 mm2) x (1/14.4) x N

N = n mero de granos de polen en los cuatro barridos.

Contenido de partículas por metro cbico de aire = N x 0.54

2.8 Base de datos de la Red Española de Aerobiología.

Una vez que se ha obtenido el n mero de granos de polen por metro cúbico de aire para cada tipo polínico, así como para el total de los identificados y no identificados, durante los siete días de la semana, se procede a su anotación en las hojas de anotación de datos semanales estandarizadas. De esta manera siempre estará disponible en soporte papel el listado de un mínimo de tipos polínicos analizados. Esta hoja de anotación facilita la incorporación de los datos resultantes en la Base de datos informatizada.

RED ESPAÑOLA DE AEROBIOLOGÍA

CIUDAD: ________________________ RESPONSABLE ______________________________________
TELÉFONO ______________________  FAX: ________________________ E-MAIL: _______________
TIPO DE MUESTREADOR: ________________ FECHA: Del _____/_____/200__ al _____/_____/200__

Figura 20: Hoja de anotación de datos diarios para cada tipo polínico.

El Centro Coordinador de la Red Española de Aerobiología ha diseñado una Base de datos facilitada a las distintas Unidades de Monitorizaje adscritas a la REA. Si bien existe un Banco de datos polínicos nacional, ubicado en el equipo informático del Centro Coordinador Nacional de la Red Española de Aerobiología, es aconsejable que cada Unidad o Centro de Aerobiología disponga de su Base de datos local, ya que ellos son los encargados de gestionar y mantener la información a este nivel. Disponer de una serie de registros históricos facilita, además de un conocimiento sobre los tipos polínicos presentes en cada zona, la interpretación de los resultados y la elaboración de informes de previsión, ya que es posible establecer curvas de incidencia media para cada tipo y observar las posibles variaciones que sobre ésta pueden ocurrir en diferentes años.

De forma básica, cualquier programa informático con función de base de datos (Excel, Access Microsoft ®) es suficiente para crear y mantener este almacén. Del mismo modo, es recomendable disponer de algn paquete informático de función estadística, así como de mapas de usos de suelos, para tratar de establecer estudios básicos y avanzados sobre el comportamiento de estas partículas en el aire.

La hoja de cálculo de la base de datos creada por el Centro Coordinador está activa, tanto en Excel como en Access y consta de un registro para cada día en el que aparece la fecha y los distintos tipos polínicos a considerar. Esta aplicación facilita la introducción del nmero de granos de polen contabilizados durante ese día. Los días en los que no se ha realizado muestreo por avería del captador serán eliminados en el tratamiento estadístico posterior.

Para ello, dicho registro está compuesto de una serie de columnas, encabezada cada una de ellas por las cuatro primeras letras de cada tipo polínico (por ejemplo: Poac para Poaceae). La primera columna corresponde a la fecha, en formato dd/mm/aa. La matriz que se genera al incluir los datos correspondientes a cada tipo polínico para cada día del año, está rellena, por defecto, con valor 0, de tal manera que en cada actualización de datos, con frecuencia semanal, sólo hay que introducir los valores de aquellos tipos polínicos que han estado presentes, manteniéndose el resto con valor presencial=0.

Figura 21: Plantilla de datos polínicos.

Cada Unidad o Centro Regional de Aerobiología envía semanalmente la serie correspondiente a la ltima actualización al Centro Coordinador por correo electrónico a la dirección rea@uco.es y desde aquí, de forma automática, los datos son incluidos en la Base de Datos Nacional, en un fichero creado para cada punto de muestreo.

Así mismo, mediante las claves de acceso facilitadas al personal autorizado para ello, los datos de las distintas estaciones son incluidos desde el Centro Coordinador de REA en el Banco de Datos Polínicos Europeo, European Aeroallergen Network (EAN http://www.univie.ac.at/ean/), cuya sede se encuentra en la Universidad de Viena, Austria. Información referente a la situación aerobiológica de varios países europeos es actualizada semanalmente en www.polleninfo.org

Por tanto, la disponibilidad de un PC en la Unidad de Monitorizaje Aerobiológico es indispensable para el buen funcionamiento de dicha Unidad. El PC funciona como herramienta de conexión entre las distintas Unidades y el Centro Coordinador, ya que constituye la vía más rápida de comunicación, a través de la cual se informa sobre las novedades, información de carácter general y se hacen llegar las instrucciones de funcionamiento a las Unidades de nueva incorporación. De forma recíproca, las Unidades hacen llegar al Centro Coordinador la información obtenida una vez realizado el análisis aerobiológico a través de correo electrónico, semanalmente, en el formato establecido y utilizando la dirección de la Red Española de Aerobiología: rea@uco.es

Bibliografía:

1.- Domínguez, E., C. Galán, F. Villamandos & F. Infante. 1992.»Handling and evaluation of the data from the aerobiological sampling». Monografías REA/EAN Nº 1. Editado por el Departamento de Biología Vegetal y Ecología, Universidad de Córdoba. (D.L.: CO-476-1992).

2.- Hirst, J.M. 1952.»An automatic volumetric spore-trap». Ann. Appl. Biol., 39:257-265